胰岛素和酶解配方奶粉对初生仔猪小肠生长发育的影响
1998年01月06日 14:53 来源：
摘 要 为研究胰岛素和酶（胰蛋白酶和糜蛋白酶）解配方奶粉是否促进初生仔猪小肠的组织生长和功能成熟，本试验比较了饲喂配方奶粉与饲喂配方奶粉补加胰岛素（60mIU／ml）或酶解配方奶粉3d后仔猪小肠的重量和长度，组织形态学结构，粘膜DNA、RNA和蛋白质含量，及小肠内容物中乳糖酶、麦芽糖酶和碱性磷酸酶活性。饲喂配方奶粉补加胰岛素或酶解配方奶粉的仔猪，与饲喂配方奶粉的仔猪相比，小肠的重量、长度、组织形态学结构及粘膜DNA和RNA含量均无显著变化（P＞0.05）。但饲喂配方奶粉补加胰岛素的仔猪小肠粘膜尤其是回肠后段粘膜的重量和蛋白质含量显著高于饲喂配方奶粉的仔猪（P＜0.05或P＜0.01）。与仅喂配方奶粉的仔猪相比，饲喂配方奶粉补加胰岛素的仔猪小肠内容物中乳糖酶、麦芽糖酶和碱性磷酸酶总活性显著升高；饲喂酶解配方奶粉的仔猪小肠内容物中乳糖酶和碱性磷酸酶总活性显著升高（P＜0.01）。结果表明，口饲胰岛素刺激小肠粘膜尤其是回肠后段粘膜重量和蛋白质含量的增加及小肠内容物中乳糖酶、麦芽糖酶和碱性磷酸酶总活性的 升高；酶解配方奶粉中含有能刺激初生仔猪小肠发育的活性物质。 关键词 胰岛素，酶解配方奶粉，猪，小肠，乳糖酶，麦芽糖酶，碱性磷酸酶 EFFECTS OF ORAL INSULIN AND TRYPSINIZED FORMULA MILK ON SMALL INTESTINAL GROWTH AND DEVELOPMENT IN NEWBORN PIGS Zheng Chuntian1，Wang Tian1，Lu Z hinian1， Zou Shigeng1，Xu Ruojun2，Zhang Jiansheng3 （1．College of Animal Science and Technology， Nanjing Agricultural University，Nanjing 210095， 2．Department of Zoology，University of Hongkong； 3．Changshu Breeding Pig Farm，Jiangsu） Abstract：To study whether insulin in milk and trypsinized formula milk are responsible for the rapid postnatal tissue growth and functional maturation in the small intestine of newborn pigs，small intestinal tissue mass，length tissue structure，mucosal DNA，RNA and protein contents，and lactase，maltase and alkaline phosphatase activities in the small intestinal tissue contents between piglets bottle-fed formula milk（Milk）and piglets bottle-fed either formula milk supplemented with insulin（60mIU／ml）（IMilk）or trypsinized formula milk（TMilk）for 3 days were compared．There were no significant differences in the small intestinal tissue mass，length，tissue structure，and mucosal DNA and RNA contents（P＞0.05）of piglets fed I Milk or TMilk compared with those of piglets fed Milk．The mucosal weight（P＜0.05） a nd protein content（P＜0.01）in the small int estine，specifically in the distal ileum（P＜ 0.01），in IMilk-fed piglets were greater than those in Milk-fed piglets．Total activities of lactase，maltase and alkaline phosphatase in the small intestinal contents of TMilk-fed piglets（P＜0.01）increased significantly in comparison with those of Milk-fed piglets．The results indicate that oral administration of insulin stimulates a increase in mucosal weight and protein content in the small intestine，specifically in the distal ileum，and total activities of lactase，maltase and alkaline phosphatase in the small intestinal contents．The trypsinized formula milk contains some bioactive substance that can stimulate the newborn intestinal development． Key words：Insulin，Trypsini zed formula milk，Pig，Small intestine，Lactase，Maltase，Alkaline phosphatase 口饲胰岛素可增加2日龄微型猪小肠重量和二糖酶活性［1］。但口饲胰岛素是否促进初生未吮乳仔猪肠道的生长发育，目前尚未见报道。胰岛素口饲对肠道的影响须进一步研究。王恬等（1996）研究表明，饲喂酶（胰蛋白酶和糜蛋白酶）解猪初乳的初生仔猪，与饲喂完整猪初乳的初生仔猪相比，回肠后段重量及粘膜DNA含量显著增加［2］，是否酶解初乳可产生新的活性多肽类物质值得进一步探索。 1 材料与方法 1.1 试验动物及材料 试验采用随机区组设计。随机选取5窝纯繁二花脸初生仔猪，每窝选出体重相近者3头，随机分成3组：配方奶粉组（M组）、配方奶粉补加胰岛素组（IM组）和酶解配方奶粉组（TM组）。3组猪分别人工饲喂配方奶粉、配方奶粉补加胰岛素和酶解配方奶粉（30ml／kg体重／3h）各3d，3d后屠宰所有仔猪，取样。 1.2 配方奶粉、配方奶粉补加胰岛素和酶解配方奶粉的制备 1.2.1 配方奶粉的制备程序：按100g∶500ml比例，将配方奶粉（DutchladyTM，Holland）溶于冷开水，用食品搅拌器搅拌均匀后，置于－20℃冰柜中贮存备用。 1.2.2 配方奶粉补加胰岛素的制备程序：每次饲喂前，在100g∶500ml配方奶粉中加胰岛素（Denmark）60mIU／ml。 1.2.3 酶解乳的制备程序：将100g配方奶粉溶于500ml冷开水，搅匀后测pH值，用10mol／L NaOH调节pH至7.4，加牛胰蛋白酶和糜蛋白酶（Sigma，US A）各24mg，37℃恒温培养90min后，100℃水浴10min将配方奶粉中外加酶灭活，用10mol／L HCl调节pH至原值，－20℃贮存备用。 上述3种配方奶粉在每次饲喂前均水浴至37℃，并按0.15mg／ml的剂量加入土霉素（Pfizer，Inc．，Manila，Philippines）。 1.3 样品采集 所有仔猪在试验始末均进行称重。宰杀试猪立即取出肠道，置于预先冰冷的生理盐水中。剥离肠系膜进行肠道分段。幽门与十二指肠-空肠连接部之间为十二指肠。十二指肠后端至回肠-盲肠连接部之间等分为4段，分别代表空肠前段、空肠后段、回肠前段、回肠后段。测量各肠段长度并称重。收取小肠前段（十二指肠和空肠）和后段（回肠）内容物用于生化分析。在每段肠管的中部截取0.5cm长的样品用于组织形态学分析。在空肠前段中部再截取0.5cm长的组织样用于扫描电镜观察。其余肠管均被剪开，用生理盐水清洗干净后吸干称重，该重量加上用于组织形态学分析的那部分肠段的重量后即为该段肠道的实际重量。用载玻片刮取各肠段粘膜并称重。上述所有操作过程均在冰冷的台面上进行。小肠内容物和肠粘膜均贮存于－20℃冰柜中备用。 1.4 组织形态学分析 1.4.1 光镜检测：组织样用Bouin氏液固定12～16h。用乙醇逐级脱水至100％浓度时，用二甲苯透明石腊包埋。切片（5μm）用苏木精和伊红（H．E）染色，树胶封片。观测指标包括绒毛高度和宽度、绒毛数／切片、隐窝深度、粘膜下层厚度、肌层厚度和肠壁总厚度。 1.4.2 电镜观察：将组织样切成10mm见方的小块，用磷酸缓冲液（pH7.4）漂洗5min后移入2.5％戊二醛溶液中固定（48h，4℃），用梯度乙醇逐级脱水至100％浓度时，再用醋酸异戊酯浸两次（每次20min）。进行二氧化碳临界点干燥后将样品粘贴在样品台上，用真空镀膜仪喷金（200—300A）镀膜。用日本产S－450扫描电镜观察和照相。 1.5 生化分析 1.5.1 粘膜DNA、RNA和蛋白质浓度的测定：粘膜样品加入冷生理盐水（1∶100W／V）后，用匀浆器匀浆。蛋白质浓度用福林酚试剂法测定，以牛血清白蛋白作为标准。用John-Chandler法提取匀浆液中的DNA和RNA。DNA浓度用二苯胺法测定，以小牛胸腺DNA作为标准。RNA浓度通过测定332和260nm处的吸光值，用Fleck-Begg公式算出。DNA、RNA和蛋白质浓度分别乘以粘膜重量即得DNA、RNA和蛋白质在粘膜中的含量。 1.5.2 小肠内容物中乳糖酶和麦芽糖酶活性测定：将小肠内容物匀浆液与底物（乳糖和麦芽糖）溶液混合培养（37℃）15min后，用分光光度计（岛津UV－120，日本）测得所释放出的游离葡萄糖量，通过下式计算酶活性。 酶活性单位／克内容物＝10×（A样品－A空白）×稀释倍数÷180÷m÷n 式中：A样品和A空白分别为待测样和空白样中的游离葡萄糖含量（μg） m为培养时间（min）；n为底物系数（乳糖为1，麦芽糖为2） 1.5.3 碱性磷酸酶活性测定：将小肠内容物匀浆液与对-硝基磷酸盐（Sigma，St．Louis，Mo．USA）混合培养（37℃）15min后，用分光光度法测所释放出的游离葡萄糖量。通过下式计算酶活性。 酶活性单位／克内容物＝ΔE×反应液总体积×稀释倍数÷时间÷样品体积÷185 式中：ΔE为待测样与空白样吸光度差值。 上述所有酶活性均以每单位重量小肠内容物每分钟水解底物的微摩尔数表示（即酶的比活性），乘以小肠内容物重量即为小肠内容物中酶的总活性。 1.6 统计分析 所有数据均进行单因子方差分析。方差分析显著者，再用LSD法进行试验组（IM和TM组）与对照组（M组）间的比较分析。本论文所有数据均以“平均值±标准差”表示。 2 结果与分析 2.1 体重及小肠的重量和长度 试猪始重及末重在各处理组间均无显著差异（P＞0.05）。IM组小肠总重及相对于体重的重量，与M组相比，分别增加了11.6％和8.8％，但均未 达到统计学显著水平（P＞0.05）。将小肠粘膜重和肌肉重分别进行比较后发现，尽管小肠肌肉重量IM组和M组间无显著差异（P＞0.05），但小肠粘膜重量IM组显著高于M组（P＜0.05），其中尤以回肠后段粘膜重量增幅为大（IM组2.13gVs M组1.41g）。TM组与M组 相比，小肠总重量、粘膜重量、和长度指标均无显著差异（P＞0.05），见表1。 表1 试猪体重及小肠重量和长度 Table 1 Body weight and weight and length of the small intestine in experimental pigs 组Group M（n＝5） IM（n＝5） TM（n＝5） 体 重 Body weight（g） 出生重 Birth weight（g） 686±15 732±36 728±31 末 重 Final weight（g） 640±32 666±44 660±29 重量变化 Weight change（g） －46±20 －66±32 －68±39 小 肠 Small intestine 总 重 T otal weight（g） 14.60±1.12 16.30±0.94 15.19±1.36 相对重 Relative weight（g／kg） 22.83±1.34 24.85±1.9 23.11±2.04 粘膜重 Mucosa weight（g）a 6.20±1.00 8.21±0.38* 6.88±1.43 肌肉重 Muscle weight（g） 8.39±0.62 8.09±0.49 8.32±0.65 长 度 Length（cm） 312±4 325±12 316±13 注：3组间单因子方差分析显著性差异：aP＜0.05；bP＜0.01；与M组相应平均值间的差异显著性（LSD检验）：*P＜0.05；**P＜0.01。 Notes：Significant difference among the three groups when analyzed by ANOVA：aP＜0.05；bP＜0.01，Significant differ ence from the corresponding meanvalue in group M（LSD test）：*P＜0.05；**P＜0.01． 2.2 粘膜DNA、RNA和蛋白质含量及浓度 与M组相比，IM组小肠粘膜DNA和RNA含量分别提高了18％和25％，但未达到统计学显著水平（P＞0.05）。蛋白质含量IM组显著高于M组（P＜0.01）。对小肠不同区段进行组间比较后发现，IM组小肠粘膜蛋白质含量的升高主要是由于回肠后段粘膜蛋白质含量的显著增加（IM组136mg Vs M组60mg，P＜0.01）所致，而小肠其它各段粘膜蛋白质含量在IM和M组间并无显著差异（P＞0.05）（数据未列出）。TM组小肠粘膜DNA、RNA和蛋白质含量，与M组相比，均无显著变化（P＞0.05），见表2。 小肠粘膜DNA、RNA和蛋白质浓度各处理组间差异不显著（P＞0.05）（数据未列出），但蛋白质／DNA比值（IM组25.48 Vs M组 20.39，P＜0.01），尤其是回肠后段粘膜蛋白质／DNA比值（IM组26.24 Vs M组14.65，P＜0.01）IM显著高于M组。 表2 试猪小肠粘膜DNA、RNA和蛋白质含量 Table 2 Contents of DNA，RNA and protein in the small intestinal mucosa in experimental pigs 组Group M（n＝5） IM（n＝5） TM（n＝5） DNA（mg） 16.28±2.28 19.25±0.55 17.15±1.89 RNA（mg） 46.05±7.12 57.73±4.22 56.01±7.92 蛋白质Protein（mg）b 330±43 491±57** 394±53 蛋白质Protein／DNA（mg／mg） 20.39±1.44 25.48±1.20 23.73±3.04 注：同表1。The same as table 1． 表3 试猪小肠各段绒毛高度 Table 3 Villus height（μm）in the dif ferent regions of small intestine in experimental pigs（μm） 组Group M（n＝5） IM（n＝5） TM（n＝5） 十二指肠Duodenum 418±38 464±51 446±58 空肠前段Proximal jejunum 571±65 661±33 645±82 空肠后段Distal jejunum 662±82 726±91 698±84 回肠前段Proximal ileum 558±76 601±39 592±93 回肠后段Distal ileum 492±72 560±58 513±65 2.3 组织形态学 光镜观测结果表明，IM和TM组小肠各段绒毛高度略高于M组，但差异不显著（P＞0.05），见表3，小肠其它组织形态学指标如绒毛宽度、绒毛数／切片、粘膜下层厚度、肌层厚度及肠壁总厚度，各处理组间均无显著差异（P＞0.05）（数据未列出）。 扫描电镜观察结果表明，3组猪空肠前段绒毛均呈指状，其中M组空肠前段绒毛短而粗糙，TM和IM组空肠前段绒毛长而光滑。绒毛的排列以TM组最为整齐、规则（图1）。 图1 试猪空肠前段绒毛形态（×300） Fig．1 Villus morphology of the proximal jejunum in experimental pigs（×300） 2.4 小肠内容物中水解酶活性 小肠内容物中乳糖酶比活性（单位／克内容物），IM组与M组相比，小肠前段无显著差异（P＞0.05），后段显著升高（P＜0.01），并导致了整段小肠内容物中乳糖酶比活性的显著升高（P＜0.05）。TM组与M组相比，小肠前段、后段及整段小肠内容物中乳糖酶比活性均显著升高（P＜0.05）。小肠内容物中麦芽糖酶比活性，IM显著高于M组（P＜0.05或P＜0.01），TM组与M组间无显著差异（P＞0.05）。小肠内容物中碱性磷酸酶比活性，IM和TM组与M组相比，尽管均有较大幅度的提高，但由于组内个体差异较大而未达到统计学显著水平，见表4。 表4 试猪小肠内容物中乳糖酶、麦芽糖酶和碱性磷酸酶的比活性 Table 4 Specific activities of lactase，maltase and alkaline phosphatase （AKP）in the small intestinal contents of experimental pigs（Iu／g） 组Group M（n＝5） IM（n＝5） TM（n＝5） 乳糖酶Lactase 小肠前段 Pr oximal small intestineb 0.10±0.05 0.18±0.06 0.34±0.15** 小肠后段 Distal small intestinea 0.09±0.03 0.25±0.10** 0.22±0.09* 整段小肠 Whole small intestineb 0.09±0.04 0.20±0.05* 0.28±0.11** 麦芽糖酶Maltase 小肠前段 Pr oximal small intestinea 0.36±0.11 0.76±0.35* 0.48±0.20 小肠后段 Distal small intestineb 0.35±0.09 1.17±0.41** 0.32±0.12 整段小肠 Whole small intestineb 0.35±0.10 0.91±0.28** 0.40±0.16 碱性磷酸酶AKP 小肠前段 Pr oximal small intestine 0.60±0.24 1.25±0.74 1.24±0.57 小肠后段 Distal small intestine 0.44±0.15 0.99±0.41 0.67±0.49 整段小肠 Whole small intestine 0.50±0.16 1.07±0.40 1.00±0.55 注：同表1。The same as table 1． 用小肠内容物重量进行校正后，各组酶活性的组内变异系数均有所下降。IM组小肠内容物和TM组小肠前段及整段小肠内容物中碱性磷酸酶总活性均显著高于M组相应肠段内容物中酶活性（P＜0.01）。同样，由于变异系数的下降，IM组与M组相比，小肠前段内容物中乳糖酶总活性的升高亦达到了统计学显著水平（P＜0.05），见表5。 表5 试猪小肠内容物中乳糖酶、麦芽糖酶和碱性磷酸酶的总活性 Table 5 Total activities of lactase，maltase and alkaline phosphatase（AKP） in the small intestinal contents of experimental pigs（Iu） 组Group M（n＝5） IM（n＝5） TM（n＝5） 乳糖酶Lactase 小肠前段 Proxim al small intestineb 0.95±0.21 1.75±0.41 2.55±0.83 小肠后段 Distal small intestineb 0.71±0.18 1.96±0.37 1.84±0.30 整段小肠 Whole small intestineb 1.67±0.36 3.72±0.77 4.38±0.98 麦芽糖酶Maltase 小肠前 段 Proximal small intestineb 3.48±0.93 7.07±1.11 3.54±0.75 小肠后段 Distal small intestineb 2.98±0.31 9.37±1.85 2.80±0.65 整段小肠 Whole small intestineb 6.46±1.11 16.44±2.90 6.34±1.40 碱性磷酸酶AKP 小肠前 段 Proximal small intestineb 5.53±0.88 11.26±2.06 9.88±1.22 小肠后段 Distal small intestineb 3.65±0.74 7.71±1.33 5.22±1.42 整段小肠 Whole small intestineb 9.18±1.62 18.97±2.87 15.10±2.34 注：同表1。The same as table 1． 3 讨 论 3.1 胰岛素对初生仔猪小肠生长的影响 本试验证实，口饲胰岛素可显著增加小肠粘膜的重量和蛋白质含量，其增加主要在回肠后段。有研究表明，胰岛素可促进多种细胞包括肠细胞的增值［3］。本试验数据亦表现出相似的趋势。本试验中，蛋白质／DNA比值IM组显著高于M组，表明口饲胰岛素后细胞内蛋白质沉积显著增多。口饲胰岛素后细胞内蛋白质沉积的增多很可能是通过促进细胞对氨基酸的摄取进而促进蛋白质合成［4］，或通过抑制细胞内蛋白质降解而实现的［5］。 3.2 胰岛素对初生仔猪小肠发育的影响 体内研究表明，非肠道给予大鼠和小鼠胰岛素，可加速小肠刷状缘酶活性的出现和升高，如乳糖酶、麦芽糖酶、蔗糖酶、葡糖淀粉酶、γ-谷氨酸转肽酶、肠激酶和氨肽酶等［6］。体外研究亦证实，胰岛素能诱导小肠粘膜的早熟发育［7］。Shulman等（1990）进一步研究指出，口饲胰岛素可刺激小肠刷状缘水解酶活性升高［1］。本研究证实，口饲胰岛素刺激小肠内容物中乳糖酶和麦芽糖酶活性（比活性和总活性）的升高，而后段升高更为显著（后段酶活性的升高约为前段的2倍 ）。但碱性磷酸酶活性表现出不同的模式，小肠前段内容物中酶活性（比活性和总活性）的升高与后段基本相同。小肠前段和后段内容物中各水解酶活性对口饲胰岛素的不同反应，其原因和意义目前尚不清楚。先前对胰岛素影响小肠酶活性发育的研究，均以小肠粘膜酶活性变化为衡量指标。其原因之一是，大部分学者认为小肠乳糖酶、麦芽糖酶和碱性磷酸酶等水解酶主要定位于绒毛刷状缘，而并不分泌至肠腔。但与其它细胞一样，绒毛上皮细胞存在正常的生命周期。一方面，部分成熟上皮细胞不断地由绒毛顶端脱落入肠腔，另一方面，隐窝细胞不断增殖，新产生的上皮细胞向上逐渐移行至绒毛顶端进行补充。在移行过程中，细胞内水解酶逐渐成熟，至绒毛顶端时，活性最高。此外，由于食物与肠壁之间的机械摩擦，也使一部分绒毛上皮细胞脱落至肠腔。这些脱落细胞与绒毛中的上皮细胞一样具有水解酶活性。这就是小肠内容物中可以测得这些酶的原因。更为重要的是，尽管与王恬等（1997）对试猪小肠粘膜酶活性（比活性和总活性）的测定结果相比，本试验所测小肠内容物中各水解酶活性（比活性和总活性）相对低于粘膜中各水解酶活性，但二者呈相似的变化规律［8］。这表明通过测定小肠内容物各水解酶活性的变化可基本反映小肠粘膜中相应各水解酶活性的变化，反映小肠粘膜的发育成熟状况。 在研究胰岛素对小肠生长发育的影响时，大多数研究者采用肠道外注射方式。以这种方式给予胰岛素，经常引起动物低血糖。这就给对胰岛素效应的解释带来了困难，因为低血糖及与之有关的应激能刺激鸟氨酸脱羧酶的活性，而后者与小肠的生长发育密切相关。口饲胰岛素的效应先前较少研究，因为以这种方式给予胰岛素通常被认为会在胃肠道内迅速降解。然而，生后24h内的仔猪口饲大剂量（400单位）胰岛素后，血液葡萄糖水平显著下降，表明胰岛素已被完整吸收［9］。其它一些试验亦得到了类似的结论。此外，在大鼠、小鼠和犬的刷状缘中发现有胰岛素受体的存在。已有研究表明，口饲胰岛素可显著增加2日龄微型 猪小肠重量和乳糖酶及麦芽糖酶活性，但对蔗糖酶活性无影响。本试验则进一步证明，口饲胰岛素可增加初生未吮乳二花脸仔猪小肠粘膜尤其是回肠后段粘膜重量和蛋白质含量及小肠内容物中乳糖酶、麦芽糖酶和碱性磷酸酶总活性。 胰岛素影响小肠酶活性的机制目前尚不清楚。尽管胰岛素能加速多种细胞包括肠细胞的增殖，但不太可能仅通过这一方式介导对酶活性的影响。Buts等（1988）研究表明，在哺乳大鼠中，放线菌素D（一种抑制DNA聚合酶和RNA聚合酶的抗菌素）能阻断胰岛素刺激二糖酶活性的效应，提示胰岛素可能在翻译水平上提高乳糖酶活性。但放线菌素D同时也降低细胞增殖速率，这本身即可改变二糖酶活性。因而上述试验尚不能充分证实胰岛素是在翻译水平上影响酶活性。最近，Shulman等（1992）对猪的研究表明，胰岛素诱导的回 肠乳糖酶活性的升高并未伴随乳糖酶mRNA水平和乳糖酶前体蛋白比例的变化［3］。另一种观点认为，胰岛素可能降低隐窝中新细胞产生速率和绒毛细胞损失速率从而延长肠细胞的寿命，而肠细胞的寿命越长，则细胞内积聚的乳糖酶的量越大［1］。有关胰岛素影响肠道酶活性的机制尚需进一步研究。 3.3 酶解配方奶粉对初生仔猪小肠生长发育的影响 本试验证明，用胰蛋白酶和糜蛋白酶对配方奶粉进行处理后，显著提高了小肠内容物碱性磷酸酶总活性。已知母乳中IGF-Ⅰ和IGF-Ⅱ等许多活性物质与结合蛋白相结合，以大分子复合物形式存在。有可能配方奶粉经蛋白酶水解后，这些活性物质从其结合蛋白中被释放出来，从而刺激了初生仔猪肠道的发育。此外，配方奶粉中的酪蛋白经胰蛋白酶和糜蛋白酶作用后，亦可能释放出某种或某些刺激肠道发育的活性肽。近年来，有报道酪蛋白受胃肠蛋白酶作用后可释放出活性肽［10］。Meisel等从饲喂牛酪蛋白的微型猪空肠中分离到一种阿片肽，为β-酪蛋白59～70氨基酸残基片段。这种阿片肽被认为可能直接作用于消化道中的阿片肽受体以影响胃肠道运动，或者作为胃肠道激素的外源调节剂。有关酶解配方奶粉对初生仔猪肠道发育的影响尚需进一步研究。 参考文献 1 Shulman R J．Oral insulin increases small intestinal mass and disaccharidase activity in the newborn pig．Pediatr Res，1990，28：171～175 2 Wang T（王恬），Xu R J（许若军）．Effects of colostrum feeding on intestinal development in newborn pigs．Biology of 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